Створення універсальних праймерів PSMD2 (Rpn1) для ряду модельних організмів та Homo sapiens
DOI:
https://doi.org/10.15330/jpnubio.10.34-44Ключові слова:
PSMD2, Rpn1, праймер, послідовність, онкоген, білок, нуклеотид, модельний організм, консервативні ділянкиАнотація
Деградація білків відіграє ключову роль у багатьох клітинних процесах, руйнуючи неправильно згорнуті або аномальні білки і таким чином контролюючи проліферацію клітин, репарацію ДНК та реакцію на стрес. З цієї причини активно досліджуються способи елімінації таких білків у контексті різних захворювань людини. До переліку захворювань людини, в яких задіяні шляхи деградації білків, входить широкий спектр онкологічних захворювань. Psmd2 або Rpn1 (26S субодиниця протеасоми, не-АТФаза 2) бере активну участь у функціонуванні убіквітин-протеасомної системи. Було виявлено, що експресія PSMD2 регулюється в ракових клітинах, і зараз він активно вивчається як потенційна терапевтична мішень і прогностичний маркер для декількох типів раку. Для вивчення мішені ліків часто необхідно використовувати кілька модельних організмів на різних етапах дослідження. Метою нашого дослідження є пошук консервативних послідовностей PSMD2 та створення олігонуклеотидних послідовностей (праймерів), придатних для проведення полімеразної ланцюгової реакції (ПЛР) у широкому спектрі модельних організмів та людини. Послідовності генів були отримані з бази даних NCBI Nucleotide. Далі ми сконструювали олігонуклеотидні послідовності та оптимізували їхні параметри. Було знайдено такі послідовності-кандидати: 5'-CTGGACATCATGGAGCCCAA-3' та 5'-CCACCATCCACATCCCACAG-3' для смислового та антисмислового ланцюгів PSMD2. Наступним кроком було проведення ПЛР in silico з використанням Online primer designing tool, який показав, що розмір продукту ПЛР у п'яти організмів, включаючи людину, становить 266 нуклеотидів. ПЛР-продукт було вирівняно та проведено філогенетичний аналіз. Серед досліджених організмів виявилося, що нуклеотидна послідовність золотистого хом'яка Mesocricetus auratus еволюційно найближча до послідовності PSMD2 у людини, а послідовність Drosophila melanogaster ̶ найвіддаленіша. Результати дослідження можуть бути використані для скринінгу експресії PSMD2 в різних організмах. Підхід пошуку праймерів, які відповідають генам кількох організмів, може бути застосований і для інших генів, які кодують білки, що мають у своїй амінокислотній послідовності сусідні залишки метіоніну, триптофану, аспарагінової та глутамінової кислот, аспарагіну, глутаміну, цистеїну, гістидину, лізину, тирозину та фенілаланіну.
Посилання
Almond, J. B., & Cohen, G. M. (2002). The proteasome: a novel target for cancer chemotherapy. Leukemia, 16(4), 433–443. https://doi.org/10.1038/sj.leu.2402417
Anigbogu I. 2020. Introduction to Primer Design (Draft). protocols.io https://protocols.io/view/introduction-to-primer-design-draft-bnxkmfkw
Ankeny, Rachel & Leonelli, Sabina. (2011). What's so special about model organisms? Studies In History and Philosophy of Science Part A. 42. https://doi.org/10.1016/j.shpsa.2010.11.039
Altschul, S. F., Gish, W., Miller, W., Myers, E. W., & Lipman, D. J. (1990). Basic local alignment search tool. Journal of molecular biology, 215(3), 403–410. https://doi.org/10.1016/S0022-2836(05)80360-2
Bard, J. A. M., Goodall, E. A., Greene, E. R., Jonsson, E., Dong, K. C., & Martin, A. (2018). Structure and Function of the 26S Proteasome. Annual review of biochemistry, 87, 697–724. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-062917-011931
Bertile, F., Matallana-Surget, S., Tholey, A. et al. (2023) Diversifying the concept of model organisms in the age of -omics. Commun Biol 6, 1062. https://doi.org/10.1038/s42003-023-05458-x
Boughton, A. J., Liu, L., Lavy, T., Kleifeld, O., & Fushman, D. (2021). A novel recognition site for polyubiquitin and ubiquitin-like signals in an unexpected region of proteasomal subunit Rpn1. The Journal of biological chemistry, 297(3), 101052. https://doi.org/10.1016/j.jbc.2021.101052
Brukhin, V., Gheyselinck, J., Gagliardini, V., Genschik, P., & Grossniklaus, U. (2005). The RPN1 subunit of the 26S proteasome in Arabidopsis is essential for embryogenesis. The Plant cell, 17(10), 2723–2737. https://doi.org/10.1105/tpc.105.034975
Castellanos, Sheila & Pérez Diz, Ángel & Álvarez Chaver, Paula & Gestal, Camino. (2014). Proteomic characterization of the hemolymph of Octopus vulgaris infected by the protozoan parasite Aggregata octopiana. Journal of proteomics. 105. 151-163. https://doi.org/10.1016/j.jprot.2013.12.008
Gille, C., Goede, A., Schlöetelburg, C., Preissner, R., Kloetzel, P. M., Göbel, U. B., & Frömmel, C. (2003). A comprehensive view on proteasomal sequences: implications for the evolution of the proteasome. Journal of molecular biology, 326(5), 1437–1448. https://doi.org/10.1016/s0022-2836(02)01470-5
Gogliettino, M., Cocca, E., Fusco, C., Agrillo, B., Riccio, A., Balestrieri, M., Facchiano, A., Pepe, A., & Palmieri, G. (2017). Unusual Antioxidant Properties of 26S Proteasome Isolated from Cold-Adapted Organisms. International journal of molecular sciences, 18(8), 1605. https://doi.org/10.3390/ijms18081605
Hölzl, Harald & Kapelari, Barbara & Kellermann, Josef & Seemüller, Erika & Sümegi, Máté & Udvardy, Andor & Medalia, Ohad & Sperling, Joseph & Müller, Shirley & Engel, Andreas & Baumeister, Wolfgang. (2000). The Regulatory Complex of Drosophila melanogaster 26S Proteasomes: Subunit Composition and Localization of a Deubiquitylating Enzyme. The Journal of cell biology. 150. 119-30. https://doi.org/10.1083/jcb.150.1.119
Ikeda, F., & Dikic, I. (2008). Atypical ubiquitin chains: new molecular signals. 'Protein Modifications: Beyond the Usual Suspects' review series. EMBO reports, 9(6), 536–542. https://doi.org/10.1038/embor.2008.93
Liu, Y., Wu, M., Xu, S., Niu, X., Liu, W., Miao, C., Lin, A., Xu, Y., & Yu, L. (2023). PSMD2 contributes to the progression of esophageal squamous cell carcinoma by repressing autophagy. Cell & bioscience, 13(1), 67. https://doi.org/10.1186/s13578-023-01016-4
Luker, G. D., Pica, C. M., Song, J., Luker, K. E., & Piwnica-Worms, D. (2003). Imaging 26S proteasome activity and inhibition in living mice. Nature medicine, 9(7), 969–973. https://doi.org/10.1038/nm894
Mao Y. (2021). Structure, Dynamics and Function of the 26S Proteasome. Sub-cellular biochemistry, 96, 1–151. https://doi.org/10.1007/978-3-030-58971-4_1
Marshall RS and Vierstra RD (2019) Dynamic Regulation of the 26S Proteasome: From Synthesis to Degradation. Front. Mol. Biosci. 6:40. https://doi.org/10.3389/fmolb.2019.00040
Matsuyama, Y., Suzuki, M., Arima, C., Huang, Q. M., Tomida, S., Takeuchi, T., Sugiyama, R., Itoh, Y., Yatabe, Y., Goto, H., & Takahashi, T. (2011). Proteasomal non-catalytic subunit PSMD2 as a potential therapeutic target in association with various clinicopathologic features in lung adenocarcinomas. Molecular carcinogenesis, 50(4), 301–309. https://doi.org/10.1002/mc.20632
Papaevgeniou, N., & Chondrogianni, N. (2014). The ubiquitin proteasome system in Caenorhabditis elegans and its regulation. Redox biology, 2, 333–347. https://doi.org/10.1016/j.redox.2014.01.007
Shahzad, S., Afzal, M., Sikandar, S., & Afzal, I. (2020). Polymerase Chain Reaction. IntechOpen. https://doi.org/10.5772/intechopen.81924
Sharma, Mona. (2021). Basic concepts of primer designing: a minireview. https://doi.org/10.21172/1.174.03
Shi, Y., Chen, X., Elsasser, S., Stocks, B. B., Tian, G., Lee, B. H., Shi, Y., Zhang, N., de Poot, S. A., Tuebing, F., Sun, S., Vannoy, J., Tarasov, S. G., Engen, J. R., Finley, D., & Walters, K. J. (2016). Rpn1 provides adjacent receptor sites for substrate binding and deubiquitination by the proteasome. Science (New York, N.Y.), 351(6275), 10.1126/science.aad9421 aad9421. https://doi.org/10.1126/science.aad9421
Sayers, E. W., Bolton, E. E., Brister, J. R., Canese, K., Chan, J., Comeau, D. C., Connor, R., Funk, K., Kelly, C., Kim, S., Madej, T., Marchler-Bauer, A., Lanczycki, C., Lathrop, S., Lu, Z., Thibaud-Nissen, F., Murphy, T., Phan, L., Skripchenko, Y., Tse, T., … Sherry, S. T. (2022). Database resources of the national center for biotechnology information. Nucleic acids research, 50(D1), D20–D26. https://doi.org/10.1093/nar/gkab1112
Valas, R. E., & Bourne, P. E. (2008). Rethinking proteasome evolution: two novel bacterial proteasomes. Journal of molecular evolution, 66(5), 494–504. https://doi.org/10.1007/s00239-008-9075-7
Wehmer, Marc & Rudack, Till & Beck, Florian & Aufderheide, Antje & Pfeifer, Günter & Plitzko, Juergen & Förster, Friedrich & Schulten, Klaus & Baumeister, Wolfgang & Sakata, Eri. (2017). Structural insights into the functional cycle of the ATPase module of the 26S proteasome. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114. 201621129. https://doi.org/10.1073/pnas.1621129114
Yang, X., Scheffler, B.E. & Weston, L.A. Recent developments in primer design for DNA polymorphism and mRNA profiling in higher plants. Plant Methods 2, 4 (2006). https://doi.org/10.1186/1746-4811-2-4
Ye, J., Coulouris, G., Zaretskaya, I., Cutcutache, I., Rozen, S., & Madden, T. L. (2012). Primer-BLAST: a tool to design target-specific primers for polymerase chain reaction. BMC bioinformatics, 13, 134. https://doi.org/10.1186/1471-2105-13-134
Zou, C. B., Nakajima-Shimada, J., Nara, T., & Aoki, T. (2000). Cloning and functional expression of Rpn1, a regulatory-particle non-ATPase subunit 1, of proteasome from Trypanosoma cruzi. Molecular and biochemical parasitology, 110(2), 323–331. https://doi.org/10.1016/s0166-6851(00)00284-x
